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細胞生物學/原代細胞培養與分離

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原代細胞的培養與建系[編輯]

凡是來源於胚胎、組織器官及外周血,經特殊分離方法製備而來的原初培養的細胞稱之為原代細胞。細胞的純化或細胞克隆技術是細胞培養工作的基礎。

原代細胞的取材[編輯]

人和動物細胞的取材是原代細胞培養成功的首要條件,直接影響細胞的體外培養。

取材的基本要求[編輯]

.1.取材要注意新鮮和保鮮

.2.應嚴格無菌

.3.防止機械損傷

.4.去除無用組織和避免乾燥

.5.應注意組織類型、分化程度、年齡等

.6.作好記錄

各類組織的取材技術[編輯]

皮膚和粘膜的取材

內臟和實體瘤的取材

血液細胞的取材

骨髓、羊水、胸/腹水細胞取材

動物組織取材

人胚體組織取材

雞(鴨)鳥類胚胎組織取材雞(鴨)鳥類胚胎組織取材

皮膚和粘膜的取材

主要取自於手術過程中的皮片,方法似外科取斷層皮片手術操作,但面積一般2~4平方厘米。

內臟和實體瘤的取材

內臟除消化道外基本是無菌的,但取材時要明確和熟悉所需組織的類型和部位,實體瘤取材時要取腫瘤細胞豐富的區域,要避開破潰、壞死液化部分,以防污染,儘量去除混雜的結締組織。

血液細胞的取材

血細胞、淋巴細胞的取材,一般多抽取靜脈外周血,或從淋巴組織中(如脾、扁桃體、胸腺、淋巴結等)分離細胞,取材時應注意抗凝。

骨髓、羊水、胸/腹水細胞取材

嚴格無菌,注意抗凝,還要儘快分離培養,離心後,用無鈣、鎂PBS洗兩次,再用培養液洗一次後即可培養,不宜低溫存放。

動物組織取材

1、鼠胚組織取材

首先用引頸或氣管窒息致死法處死孕期合適的動物,然後將其整個浸泡在含有75%酒精的燒杯中,5分鐘後(注意時間不能太長,以避免酒精從口或其他通道進入體內,影響組織活力),取出動物,在消毒過的木板上可用無菌的圖釘或大頭針固定四肢,切開皮膚,用無菌操作法解剖取胚或用無菌止血鉗挾起皮膚、用無菌眼科剪沿軀幹中部環形剪開皮膚,用止血鉗分別挾住兩側皮膚拉向頭尾,把動物反包,暴露軀幹,然後再固定,更換無菌解剖器材,採用無菌操作法解剖取出胚胎。

2、幼鼠胚腎(或肺)取材

幼鼠採用上述方法處死消毒後,腹部朝上固定在木板上,先切開游離毛皮並拉開至兩側:然後採用無菌法打開胸腔取肺,或背部朝上固定在木板上,先將背部毛皮切開游離並拉向兩側,然後採用無菌法從背部打開腹腔取腎。

人胚體組織取材

取材方法與鼠類相同

雞(鴨)鳥類胚胎組織取材步驟

(1)取孵化至適當胚齡(9~12天)的胚蛋,用照蛋燈在暗處燈檢,若有豐富血管、胚體有運動的胚蛋,說明胚體發育良好,並用有色筆劃出氣室和胚體位置。

(2)將胚蛋置於蛋架上,先用溫水清洗蛋殼,再用75%酒精棉球擦乾;

(3)經碘酒、75%酒精消毒後,在無菌條件下採用無菌法用剪刀或中號鑷子打開氣室,沿氣室邊緣去除蛋殼;

(4)用眼科鑷撕去殼膜,暴露出雞胚;

(5)用彎頭鑷輕挑起胚頭,取出胚胎,放入無菌平皿中,解剖取材。

原代細胞的分離和製作[編輯]

人或動物體內(或胚胎組織)由於多種細胞結合緊密,不利於各個細胞在體外培養中生長繁殖,必須將現有的組織塊充分散開,使細胞解離出來。

懸浮細胞的分離方法[編輯]

組織材料若來自血液、羊水、胸水或腹水的懸液材料,最簡單的方法是採用1000r/min的低速離心10分鐘。經離心後由於各種細胞的比重不同可在分層液中形成不同層,這樣可根據需要收穫目的細胞。

實體組織材料的分離方法[編輯]

對於實體組織材料,由於細胞間結合緊密,為了使組織中的細胞充分分散,形成細胞懸液,可採用機械分散法(物理裂解)和消化分離法。

(一)機械分散法

方法:.特點:簡便、快速,但對組織機械損傷大,而且細胞分散效果差,適用於處理纖維成分少的軟組織。

(二)消化分離法

組織消化法是把組織剪切成較小團塊(或糊狀),應用酶的生化作用和非酶的化學作用進一步使細胞間的橋連結構鬆動,使團塊膨鬆,由塊狀變成絮狀,此時再採用機械法,用吸管吹打分散或電磁攪拌或在搖珠瓶中振盪,使細胞團塊得以較充分的分散,製成少量細胞群團和大量單個細胞的細胞懸液,接種培養後,細胞容易貼壁生長。

1.酶消化分離法

酶消化分離法常採用胰蛋白酶和膠原酶

胰蛋白酶分散原理:胰蛋白酶是一種胰臟製品,對蛋白質有水介作用,主要作用於賴氨酸或精氨酸相連接的肽鍵,使細胞間質中的蛋白質水介而使細胞分散開。

影響胰蛋白酶作用的主要因素

細胞類型.酶的活力.酶的濃度.溫度.pH .無機鹽離子.消化時間

膠原酶(Collagenase)消化法

膠原酶是一種從細菌中提取出來的酶,對膠原有很強的消化作用。適於消化纖維性組織、上皮組織以及癌組織,它對細胞間質有較好的消化作用。

2.非酶消化法(EDTA消化法)

EDTA是一種非酶消化物,又稱螯合劑或Versene,全名為乙烯二胺四乙酸。常用不含鈣、鎂離子的PBS配成0.02%的工作液,對一些組織,尤其是上皮組織分散效果好,該化學物質能與細胞上的鈣、鎂離子結合形成螯合物,利用結合後的機械力使細胞變圓而分散細胞或使貼壁細胞從瓶壁上脫離。

3.消化分離法的操作步驟

剪切.加液漂洗.消化.棄去消化液.漂洗.機械分散

4.消化分離法的注意事項

(1)組織塊必須漂洗2-3次以除去組織中的鈣、鎂離子和血清對胰蛋白酶和EDTA的抑制作用。

(2)胰蛋白濃度不宜過高,作用時間不能太長,以避免毒性作用。

(3)消化後組織不僅要儘量棄去消化液,以避免毒性產生,而且動作要輕,以避免膨鬆的細胞隨漂洗而丟失。

原代細胞的培養方法[編輯]

原代細胞的培養也叫初代培養是從供體取得組織細胞在體外進行的首次培養,是建立細胞系的第一步,是一項基本技術。

原代細胞最接近和最能反映體內生長特性,適宜用於藥物敏感性試驗、細胞分化等實驗研究。

(一)組織塊培養法

組織塊培養是常用、簡便易行和成功率較高的原代培養方法。

其基本方法是將剪成的小組織團塊接種於培養瓶(或皿)中,瓶壁可預先塗以膠原薄層,以利於組織塊粘着於瓶壁,使周邊細胞能沿瓶壁向外生長。

(二)消化培養法

(三)懸浮細胞培養法

對於懸浮生長的細胞,如白血病細胞、淋巴細胞、骨髓細胞、胸水和腹水中的癌細胞和免疫細胞無需消化,可採用低速離心分離,直接培養,或經淋巴細胞分層液分離後接種培養。

(四)器官培養

器官培養是指從供體取得器官或組織塊後,不進行組織分離而直接在體外的特定環境條件下培養,

器官培養可保持器官組織的相對完整性,可用於重點觀察細胞間的聯繫、排列情況和相互影響,以及局部環境的生物調節作用。

原代細胞的培養與維持[編輯]

(一)原代細胞培養:

1.靜置貼壁細胞(包括半貼壁細胞的培養)培養

2.懸浮細胞的培養

靜置貼壁細胞(包括半貼壁細胞的培養)培養要求

細胞要通過充分漂洗,以儘量除去消化液的毒性;

細胞接種時濃度要稍大一些,至少為5×108細胞/L;

培養基可用Eagle(MEM)或DNEM培養;

小牛血清濃度為10%-80%;

應在37℃5% CO2的培養箱中培養;

在起始的2天中儘量減少振盪,以防止剛貼壁的細胞發生脫落,漂浮;

待細胞基本貼壁伸展並逐漸形成網狀,應將原代細胞換液;

用骨髓或外周血中的懸浮細胞經靜置培養1周時,應將細胞懸液經低速離心後換液;

懸浮細胞的培養要求

原代培養時要儘量去除紅細胞;

短期培養,可在含10%小牛血清的RPMI1640培養基中進行;

細胞濃度可在5-8×109/L範圍內,.進行分瓶試驗;

長期培養時,淋巴細胞中要加入生長因子,白血病細胞中要加入少量的原患者血清,以利細胞生長;

細胞換液一般每隔3天需半量換液一次;

細胞傳代一般待細胞增殖加快、細胞密度較高時才能進行;

(二)原代細胞的維持

貼壁細胞長成網狀或基本單層時,未達到飽和密度,需採取換液方式來更新營養成分以滿足細胞繼續生長繁殖的需要;

換入等量完全培養基或換成含2%小牛血清的維持液;

懸浮細胞細胞培養基中不僅會發生轉化而且會發生分裂繁殖,此時培養基中的營養成分並不能維持細胞的營養需求,需進行換液。通常採用半量換液的方法;

原代細胞培養的首次傳代[編輯]

原代培養後由於懸浮細胞增殖,數量增加甚至達飽和密度;貼壁細胞的相互匯合,使整個瓶底逐漸被細胞覆蓋,細胞難以繼續生長繁殖,需要進行分瓶培養,這種使原代細胞經分散接種的過程稱之為傳代。

首次傳代應注意以下幾點:

(1)細胞生長密度不高時,不能急於傳代。

(2)原代培養的貼壁細胞需控制消化時間。

(3)吹打已消化的細胞應減少機械損傷。

(4)首次傳代時細胞接種數量要多一些。

(5)首次傳代培養的pH應偏低些。小牛血清濃度可加大至15%~20%左右

傳代細胞的傳代培養[編輯]

傳代細胞,可根據不同細胞採取不同的方法進行細胞傳代。貼壁生長的細胞用消化法傳代,部分貼壁的細胞用直接吹打或用硅膠軟刮的刮除法傳代。懸浮細胞可採用加入等量新鮮培養基後直接吹打分散進行傳代,或用自然沉降法加入新培養基後再吹打分散進行傳代。

貼壁細胞的消化傳代步驟

(1)吸除或倒掉原瓶中的舊培養基(以25mL培養瓶為例)。

(2)每瓶加入2mL,無鈣、鎂PBS,漂洗一次後倒掉。

(3)每瓶加入1mL消化液(0.25%胰蛋白酶或0.02%EDTA或混合液),輕輕搖動培養瓶,經消化液鋪滿所有細胞表面,待細胞層略有鬆動,肉眼可觀察到「薄膜」現象時,倒掉消化液,再繼續作用2~3分鐘,輕輕搖動,細胞層可隨殘留的消化液呈片狀從瓶壁上脫落下來,在顯微鏡下可發現細胞回縮變圓,細胞間隙增大,此時應立即終止消化。

(4)加入完全培養基5mL,用吸管反覆吹打瓶壁上的細胞,吹打時要按順序進行,以確保所有瓶壁均吹打到,吹打時動作要輕柔,不要用力過大,儘可能不要出現泡沫,以避免細胞的機械損傷。

(5)用計數板計數,計算細胞的濃度,並用培養基調整適當的細胞濃度後再分瓶培養。

傳代細胞的建系和維持[編輯]

細胞系的維持通過換液傳代再換液、再傳代和細胞種子凍存來實現;

對每一個細胞系來說都有其自身的特點,要做好建系的維持必須記錄好細胞檔案,換液傳代和做好細胞系(或株)的鑑定和管理工作;

原代細胞的純化和克隆

體外培養的細胞絕大多數都呈混合生長,為了保證實驗結果的可靠性、一致性、穩定性和可重複性,要求採用單一種類細胞來進行實驗,因而培養細胞的純化就成為實驗研究的重要一步。

細胞的純化[編輯]

細胞的純化分為(一)自然純化:長期傳代過程中靠自然淘汰法,不斷排擠其他生長慢的細胞,最後留下生長優勢旺的細胞,達到細胞純化的目的。如腫瘤突變細胞通過此方法建立細胞系。(二)人工純化:利用人為手段造成某一細胞生長有利的環境條件,抑制其他細胞的生長從而達到純化細胞的目的。主要有以下5種方法。

1.細胞因子依賴純化法:通過加入某些特殊的細胞因子而純化出只依賴於這種細胞因子生長的細胞系。

2.酶消化法:利用上皮細胞和成纖維細胞對胰蛋白酶的耐受性不同,使兩者分開,達到純化的目的。另外對貼壁細胞與半貼壁及粘附細胞間的分離純化也是十分有效的。

(1)上皮細胞與成纖維細胞的分離純化

兩者在胰蛋白酶的作用下,由於成纖維細胞先脫壁,而上皮細胞要消化相當長的時間才脫壁,特別是在原代細胞初次傳代和早期傳代中兩種差別尤為明顯,故可採用多次差別消化方法將上皮細胞和成纖維細胞分開,

(2)骨髓基質肌樣細胞的純化

在血液細胞和骨髓細胞靜置培養時,常有許多肌樣細胞和骨髓基質細胞貼壁生長,但也有許多淋巴細胞、單核細胞、粒細胞粘附其上,種類混雜,鑑於粘附細胞貼壁不牢固,也可用酶消化法使粘附細胞脫壁分離,以達到骨髓基質細胞或血液中肌樣細胞與淋巴細胞分開和純化的目的。

3.機械刮除法

原代培養時,如果上皮細胞和成纖維細胞為分區成片混雜生長,每種細胞都以小片或區域性分布的方式生長在瓶壁上。可採用機械的方法去除不需要的細胞區域而保留需要的細胞區域,

4.反覆貼壁法

成纖維細胞其貼壁過程快,能在短時間內完成附着過程,而上皮細胞在短時間內不能附着或附着不穩定,稍加振盪即浮起,利用此差別可以純化細胞。

5.電烙篩選法

在貼壁細胞轉化時,在培養瓶的細胞層中會出現分散的轉化灶,細胞密集、排列規則,有明顯生長趨勢,與周邊未能轉化的細胞有明顯的區域界限,可用機械刮除法去除或用電烙篩選法燙死未轉化細胞而保留轉化灶細胞。

細胞的克隆化[編輯]

細胞克隆技術又稱單個細胞分離培養技術,即從細胞群體中分離出一個細胞,並使其在體外培養體系中能繁殖成新的細胞群體,這種由單個細胞所形成的細胞群(或集落)稱為一個克隆,這種純化後的細胞群體稱為細胞株。

主要的克隆方法有5種

(一)毛細管克隆法

(二)有限稀釋克隆法

(三)平皿克隆分離法

(四)軟瓊脂克隆分離法

(五)單細胞顯微克隆法

毛細管克隆法[編輯]

(1)將一定量的細胞懸液(如105/mL或更低)稀釋至1個細胞/mL;

(2)取10mL稀釋的細胞懸液,用直徑為0.5mm,長為8mm的毛細玻璃管若干(30~50隻),在負壓作用下,使懸液吸入各毛細管中;

(3)在倒鏡下檢查出每管只進入一個細胞的毛細管,然後放入適應性培養基或有飼養層細胞的培養瓶(或培養板)內;

(4)在CO2培養箱中培養,由一個細胞在毛細管繁殖後,並向管外擴展,並形成單個克隆的細胞群體。

有限稀釋克隆法[編輯]

(1)取對數生長期的細胞製成懸液(貼壁細胞用0.25%胰蛋白酶消化後吹打分散製成),經台盼藍染色計數,測定活細胞數及濃度(細胞存活率及單個細胞百分率應高於90%以上)。

(2)將細胞懸液在試管中稀釋,用培養基將細胞稀釋至50個細胞/mL、10個細胞/mL、5個細胞/mL,將3種稀釋度的細胞分別接種於96孔板中,每孔為0.1mL,於37℃5%CO2下培養。

(3)次日在倒置顯微鏡下觀察培養板各孔中的細胞數,挑選只含一個細胞的孔,做好標記並補加0.1mL培養液繼續培養。

(4)培養期間,視pH值的變化決定是否換液或補加培養液,一周左右,孔中有明顯克隆出現。

(5)待克隆長至孔底面的1/3~1/2時,可用消化法將96孔中的單一克隆的細胞分別移至24孔板中進行擴大培養。

平皿克隆分離法[編輯]

(1)將對數生長期細胞製備單個細胞懸液(懸浮細胞用吸管吹打分散,貼壁細胞先用0.25%胰蛋白酶消化後,再用培養基吹打分散)計數並用培養基調整細胞濃度,使5mL培養液內含有50~200個細胞(細胞存活率及單個細胞百分率應大於90%以上)。

(2)將上述細胞懸液迅速移入60mm平皿中,在37℃5% CO2下培養1周或更長。若有明顯的克隆形成時方可進行克隆分離,方法有兩種:

①套環法:在倒置顯微鏡下觀察克隆形成的情況,標記單個克隆周邊,吸乾培養基,用塗有少量無菌硅脂的無菌金屬套環,套住標記的克隆,在套環內滴加少量0.25%胰蛋白酶,待細胞脫離時,用注射器針頭輕輕吹打分散後,轉入小平皿或24孔板或6孔板中擴大培養。

②玻片法:在接種細胞懸液前,預先在60mm平皿中放入無菌小玻片,加入細胞懸液,培養一定時間後,在倒置顯微鏡下標記上含一個克隆的玻片,然後用無菌鑷子取出標記玻片轉入24孔培養板中繼續培養。

軟瓊脂克隆分離法[編輯]

(1)將對數生長期的細胞製成單個細胞懸液單個細胞)作活細胞計數,調整細胞濃度至1×106細胞/L,然後根據實驗要求再作梯倍稀釋。通常以1~5×104個細胞/L為佳。

(2)製備底層瓊脂取5%瓊脂置沸水中,使瓊脂完全溶化,取出一份5%瓊脂,移入小燒杯中,待冷至50℃,迅速加入9份預溫37℃的新鮮培養液(即成為0.5%瓊脂),混勻後立即注入24孔培養板中,每孔含0.5% 瓊脂0.8mL,置室溫使瓊脂凝固備用(此層也可以省略)。

(3)製備上層瓊脂取37℃保溫的、不同濃度的細胞懸液9.4mL,移入小燒杯中,加入50℃5% 瓊脂0.6mL迅速混勻,即配成0.3%瓊脂培養基,立即澆入鋪有底層瓊脂的24孔培養板中,每孔0.8ml,置室溫使瓊脂凝固。

(4)於37℃5% CO2下培養1~2周或更長,若需培養更長時間可補加0.8mL/孔含瓊脂的培養液,待有明顯集落形成為止。

(5)集落(克隆)計數在倒置顯微鏡下觀察並計數直徑大於75μm或含有50個細胞以上的克隆。

生成克隆數集落(克隆)形成率(%)= ————————×100%

每皿接種細胞數    單個細胞的數目

單個細胞百分率(%) = ———————————————×100%

單個細胞數目+2個以上細胞群數目

單細胞顯微克隆法[編輯]

是藉助顯微操縱器,在顯微鏡監控下將單個細胞逐個吸出,移入含有飼養層細胞的培養板中進行培養克隆的方法。

(1)飼養層細胞的製備:

①用0.25%胰蛋白酶消化單層貼壁生長的3T3細胞,調整細胞濃度為108細胞/L,在96孔板中每孔加入0.1mL細胞懸液於37℃5% CO2中培養至單層。

②將已形成單層的3T3細胞板,用60Co γ線以4000~6000拉得輻射或在培養液中加入絲裂黴素(終濃度為10-6mol/L)作用16h。其目的是使細胞有絲分裂能力喪失,但仍可短期存活,有代謝功能,不僅可維持pH而且還可為克隆細胞提供必要的養分及刺激生長的因子。

(2)製備單個細胞懸液方法同上。

(3)分離單個細胞方法多樣,如:

①毛細管吸入法同上述毛細管法,在顯微鏡下將只有一個細胞的毛細管取出。

②微滴法將經稀釋至103個細胞/L的單個細胞懸液,用無菌的1mL注射器逐滴加在平皿中製成散滴,在顯微鏡下挑選出單個細胞的液滴,再用毛細管取出單個細胞懸滴。

③液體石蠟法將經稀釋至103個細胞/L的單個細胞懸液,用無菌的1mL注射器逐滴加入充滿無菌液體石蠟的平皿底部,在倒置顯微鏡下挑選只有一個細胞液滴,仔細用毛細吸管取出有一個細胞的液滴。

④玻璃小球附着法將稀釋至103個細胞/L的細胞懸液加入表面塗有無菌凡士林石蠟的小玻璃珠的平皿中,混勻後,在倒置顯微鏡下挑選玻璃珠表面只粘附一個細胞的玻珠,仔細用鑷子取出。

(4)將採用上述方法分離出的單個細胞,放入預先製備飼養層細胞的96孔培養板中,於37℃5% CO2下培養1~2周或更長。

(5)待細胞克隆明顯,並使孔底覆蓋1/3~1/2時,即可將細胞轉種於24孔板進行擴大培養(貼壁細胞仍需用0.25%胰酶消化法取出轉種)。

人或動物體內(或胚胎組織)由於多種細胞結合緊密,不利於各個細胞在體外培養中生長繁殖,即使採用1mm3的組織塊,也只有少量處於周邊的細胞可能生存和生長,若需獲取大量細胞,必須將現有的組織塊充分散開,使細胞解離出來,常採用的方法如下:

懸浮細胞的分離方法[編輯]

組織材料若來自血液、羊水、胸水或腹水的懸液材料,最簡單的方法是採用1000r/min的低速離心10分鐘,若懸液量大,可適當延長離心時間,但速度不能太高,延時也不能太長,以避免擠壓或機械損傷細胞,離心沉澱用無鈣、鎂PBS洗兩次,用培養基洗一次後,調整適當細胞濃度後再分瓶培養,若選用懸液中某些細胞,常採用離心後的細胞分層液,因為,經離心後由於各種細胞的比重不同可在分層液中形成不同層,這樣可根據需要收穫目的細胞。不同比重的分層液的配製和具體分離方法詳見淋巴細胞分離培養的章節。

實體組織材料的分離方法[編輯]

對於實體組織材料,由於細胞間結合緊密,為了使組織中的細胞充分分散,形成細胞懸液,可採用機械分散法(物理裂解)和消化分離法。

(一)機械分散法

所取材料若纖維成分很少,如腦組織,部分胚胎組織可採用剪刀剪切、用吸管吹打分散組織細胞或將已充分剪碎分散的組織放在注射器內(用九號針),使細胞通過針頭壓出,或在不鏽鋼紗網內用鈍物壓擠(常用注射器鈍端)使細胞從網孔中壓擠出。此法分離細胞雖然簡便、快速,但對組織機械損傷大,而且細胞分散效果差。此法僅適用於處理纖維成分少的軟組織。

(二)消化分離法

組織消化法是把組織剪切成較小團塊(或糊狀),應用酶的生化作用和非酶的化學作用進一步使細胞間的橋連結構鬆動,使團塊膨鬆,由塊狀變成絮狀,此時再採用機械法,用吸管吹打分散或電磁攪拌或在搖珠瓶中振盪,使細胞團塊得以較充分的分散,製成少量細胞群團和大量單個細胞的細胞懸液,接種培養後,細胞容易貼壁生長。

1、酶消化分離法[編輯]

酶消化分離法常採用胰蛋白酶和膠原酶,其分離方法如下:

(1) 胰蛋白酶分散技術

胰蛋白酶(簡稱胰酶)是廣泛應用的消化劑。胰蛋白酶是一種胰臟製品,對蛋白質有水介作用,主要作用於賴氨酸或精氨酸相連接的肽鍵,使細胞間質中的蛋白質水介而使細胞分散開,在常用的蛋白酶中由於產品的活力和純度不同,對細胞的消化能力也不同,胰蛋白酶對細胞的作用,取決於細胞類型、酶的活力、配製的濃度、消化的溫度、無機鹽離子、pH以及消化時間的長短等。

①細胞類型 胰蛋白酶適於消化細胞間質較少的軟組織,能有效地分離肝、腎、甲狀腺、羊膜、胚胎組織、上皮組織等。而對含結締組織較豐富的組織,如 乳腺、滑膜、子宮、纖維肉瘤、腫瘤組織等就無效,但若與膠原酶合用,就能增加其對組織的分離作用。

②酶的活力 市售的胰蛋白酶,其活力都經過測定而有效,但配製時必須新鮮,需保存在低溫冰箱中,消化時的pH和溫度都要適宜,否則會影響活力,細胞的分散直接與酶的活力有關,最終使用活力為1:200或1:250,56℃pH8.0時活力最強。

該酶為粉劑,保藏時要防潮,室內溫度不宜過高,保存時間不能太長,若粉劑結團塊,說明該部分受潮或失效。

③酶的濃度 胰蛋白酶一般採用的濃度為0.1%-0.25%(活力1:200或1:250),但遇到難消化的組織時,濃度可適當提高,消化時間適當延長。濃度高對細胞有毒性,而較低濃度的胰蛋白酶在培養液中可促進細胞的增殖,若培養液中加入血清,其少量胰蛋白酶可被血清中抗胰蛋白酶因子所清除。

④溫度 一般認為胰蛋白酶在56℃時活性最強,但由於對細胞有損害而不能被採用,常使用的溫度為37℃,通常在37℃進行消化比室溫作用快。

⑤pH pH8~pH9是胰蛋白酶活力適宜範圍,但隨鹼性的增加其活力也隨之減少,活性強分散快,細胞也容易被消化下來,消化分離細胞時PH只能選用7.6~8.0之間,否則對細胞有損傷。

⑥無機鹽離子 若用含有鈣和鎂的鹽類溶液來配製胰蛋白酶時,可以發生抑制胰蛋白的消化作用。因此,在配製時應採用無鈣鎂離子的PBS配製。

⑦消化時間 如果細胞消化時間過長,可以損害細胞的呼吸酶,從而影響細胞的代謝,一般消化時間為20分鐘為宜,冷消化時使用低濃度消化液,於4℃過夜也可。

分離方法如下:

①過夜冷消化 將取得的組織用Hanks液洗三次,剪成碎塊大小為4毫米左右,用Hanks液洗2~3次以除去血球和脂肪組織,再加入0.25%的胰蛋白酶,搖勻後放4℃過夜,次日再用Hanks液洗滌,棄去上清,共洗2~3次,然後,加入少量營養液吹打分散,細胞計數,按適當的濃度分瓶培養。

②多次提取消化法 多次提取消化法有以下三種:

熱消化多次提取--將剪碎的細胞塊加入0.25%胰蛋白酶37℃水浴中消化15~20分鐘,然後經洗滌後用營養液分散製成細胞懸液,按合適的濃度分瓶培養,然後將留下的未徹底消化的組織按上述方法操作,再消化提取細胞。

冷消化多次提取--方法同上,只是消化溫度為4℃。

先熱消化後冷消化--將組織塊先用胰蛋白酶於37℃下消化20分鐘經洗滌後用營養液分散,製成懸液,剩餘未消化的小組織塊經洗滌後用胰酶於4℃下過夜,次日再提取細胞,分散成懸液,分瓶培養。

(2) 膠原酶(Collagenase)消化法

膠原酶是一種從細菌中提取出來的酶,對膠原有很強的消化作用。適於消化纖維性組織、上皮組織以及癌組織,它對細胞間質有較好的消化作用,對細胞本身影響不大,可使細胞與膠原成分脫離而不受傷害。該酶分離效果好,即使有鈣、鎂離子存在仍有活性,故可用PBS和含血清的培養液配製,即操作簡便又可提高細胞成活率,最終濃度200u/mL或0.1~0.3mg/mL.此酶消化作用緩和,無需機械振盪,但膠原酶價格較高,大量使用將增加實驗成本。

經過膠原酶消化後的上皮組織,由於上皮細胞對酶有耐受性,可能有一些上皮細胞團塊尚未被完全消化開。成小團塊的上皮細胞比分散的單個上皮細胞更易生長,因此不必要再進一步消化處理。

鑑於胰蛋白酶和膠原酶的生物學活性(見表4-1)和在不同濃度下消化各種組織小塊所需的時間(小時)有差異(見表4-2),以及兩者價格不等,有人採用膠原酶與胰蛋白酶並用,同時還可加透明質酸酶(對細胞表面糖基有作用),採用兩者的聯合消化作用,對分散大鼠和兔肝、癌組織非常有效。

表4-1 胰蛋白酶和膠原酶生物活性的差別

項 目 胰蛋白酶 膠原酶
消化特性 適用於消化軟組織 適用於消化纖維多的組織
用 量 0.01%~0.5% 0.1~0.3mg/mL(200u/mL)
消化時間 0.5~2小時(小塊) 1~12小時
pH 8~9 6.5~7.0
作用強度 強烈 緩和
細胞影響 時間過長有影響 無大影響
血清、鈣、鎂離子 有影響 無影響

胰蛋白酶和膠原酶在不同溫度下消化各種組織小塊時所需時間(小時)(0.5~1cm3)

酶 種 類 較 硬 組 織 軟 組 織
4℃ 室 溫 37℃ 4℃ 室 溫 37℃
胰蛋白酶(0.25%) 24~48 1~6 1~2 12~24 1~2 0.5~1
膠原酶(200u/mL) 24 6 6.5 12 3 0.25
兩者聯合(對沖) 12~46 12~24 4~12 12~24 6~12 1~2

除上述兩種最常用的消化酶外,還有鏈霉蛋白酶、粘蛋白酶、蝸牛酶、彈性蛋白酶、木瓜蛋白酶,近年來,還有一種從灰黴菌中提取的Pronase新酶分散細胞更佳。

非酶消化法(EDTA消化法)[編輯]

EDTA是一種非酶消化物,又稱螯合劑或Versene,全名為乙烯二胺四乙酸。常用不含鈣、鎂離子的PBS配成0.02%的工作液,對一些組織,尤其是上皮組織分散效果好,該化學物質能與細胞上的鈣、鎂離子結合形成螯合物,利用結合後的機械力使細胞變圓而分散細胞或使貼壁細胞從瓶壁上脫離,缺點是細胞易裂解或貼壁細胞從瓶壁上脫離時呈片狀,有團塊,常不單獨使用,但可與胰蛋白酶混合使用(1:1或2:1),不僅利於細胞脫壁又利於細胞分散,可降低胰酶的用量和毒性作用。

消化分離法的操作步驟:

(1)剪切 把組織塊剪碎,呈1~5mm3大小的組織塊。

(2) 加液漂洗 將碎組織塊在平皿(或三角燒瓶)中用無鈣鎂PBS洗2-3次(採用傾斜,自然沉降法)。

(3)消化 加入消化液(胰蛋白酶或膠原酶或EDTA)於37℃水浴中作用適當時間(中間可輕搖1~2次),若組織塊膨鬆呈絮狀可終止,若變化不大可更換一次消化液,繼續消化直至膨鬆絮狀為止。胰蛋白酶消化時間不宜過長。

(4)棄去消化液 採用傾斜自然沉降或低速離心法儘量棄去消化液。

(5)漂洗 將含有鈣、鎂離子的培養基沿瓶壁緩緩加入,中止消化反應,採用漂洗法洗2-3次後,加入完全培養基。

(6)機械分散 採用吸管吹打或振盪法,使細胞充分散開後用紗網或3~4層無菌紗布過濾後分瓶培養,若要求不高可採用傾斜自然沉降5~10分鐘,吸上層細胞懸液進行分瓶培養。

注意事項如下:

(1)組織塊必須漂洗2-3次以除去組織中的鈣、鎂離子和血清對胰蛋白酶和EDTA的抑制作用。

(2)胰蛋白濃度不宜過高,作用時間不能太長,以避免毒性作用。

(3)消化後組織不僅要儘量棄去消化液,以避免毒性產生,而且動作要輕,以避免膨鬆的細胞隨漂洗而丟失。